Visual Universitätsmedizin Mainz

Die Inzidenz einer aneurysmatischen Subarachnoidalblutung (SAB) beträgt in Mitteleuropa 6 pro 100.000 Personenjahre. Die SAB weist eine 30-Tages-Letalität von 45-50% auf. Als problematisch gelten vor allem die zwischen dem 4. und 14. Tag nach einer SAB in bis zu 30% der Fälle auftretenden Vasospasmen (Gefäßverengungen) der Hirnbasisarterien mit konsekutiver Perfusionsminderung und resultierender zerebraler Minderperfusion. In Folge der Hirninfarkte versterben die Patienten oder erleiden schwere Behinderungen. Die Optionen zur Therapie der vasospasmusinduzierten Ischämie sind bisher unzureichend.

 

Aufgrund der bislang insuffizienten therapeutischen Optionen der SAB-assoziierten Vasospasmen, als auch mit Blick auf die Erforschung weiterer neuartiger Medikamente, nimmt der Bedarf an experimentellen Studien an einem optimierten Tiermodell zu.

 

Unser besonderer Schwerpunkte liegt daher auf der in vivo Darstellung und Analyse der Hirngefäße der Maus mittels Mikro-CT und digitaler Subtraktionsangiographie (DSA) sowie CT-Angiographie (CTA). So haben wir als erste AG weltweit die hochauflösende Darstellung der Hirnbasisarterien der Maus in vivo durchgeführt und publiziert [1-4]. Aktuell beschäftigen wir uns mit der longitudinalen in vivo Darstellung zerebraler Vasospasmen nach Induktion einer SAB im Maus-Modell mittels DSA (Abb. 1). Dieses Pilotprojekt stellt die Grundlage für die Entwicklung und Testung neuartiger spasmolytischer und/oder neuroprotektiver Substanzen, um SAB-induzierte zerebrale Vasospasmen zukünftig effektiver behandeln zu können.

 

 

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Zur Behandlung zerebraler Aneurysmen gibt es chirurgische und endovaskuläre Möglichkeiten. Beide Ansätze zielen auf die Ausschaltung des Aneurysmas und Rekonstruktion des Trägergefäßes. Dabei beschäftigt sich die Neuroradiologie, im Vergleich zu den chirurgischen Möglichkeiten (sog. Clipping), mit minimal invasiven endovaskulären Therapieformen, wie z. B. dem Coiling, Stenting und Flussmodulation. 

In den letzten Jahren hat die endovaskuläre Therapie von intrakraniellen Aneurysmen eine deutliche Verbesserung erfahren. Derzeitiger Gold-Standard ist das sog. Coiling, das in den 90er Jahren etabliert wurde. Diese Methode besteht aus dem Einbringen röntgendichter Platinspiralen (Coils) mittels Mikrokatheter in das Aneurysma, um dieses annähernd vollständig auszufüllen. Ziel ist es, durch Einbringung der Platinspiralen eine Thrombosierung im Aneursyma zu induzieren, welche zu einem Verschluss des Aneurysmas führt. So wird die Ruptur eines Aneurysmas mit einhergehender Hirnblutung verhindert.

Zur Untersuchung und Testung neuer Behandlungsformen setzen wir sowohl ex vivo   (z. B. verschiedene Silikon-Modelle der humanen Gefäße), als auch in vivo Aneurysma-Modelle ein. Diese Modelle nutzen wir einerseits zur Ausbildung von Neuroradiologen, aber auch zur Erforschung und Testung neuer Therapieoptionen (Abb. 2).

Abbildung 2. A. Aneurysma-Modell aus Silikon nach flussmodulierender Stent-gestützter Embolisation mit Mikrosphären. Eine DSA zeigt den kompletten Verschluss des Aneurysmas. B. Breibasiges Aneurysma nach Behandlung mit einem Flow-Diverter und anschließender Embolisation mit Mikrosphären (700 µm). C, D. Micro-CT Aufnahmen eines Aneurysmas nach Embolisation zeigen, dass die Mikrosphären durch den eingesetzten engmaschigen flussmodulierenden Stent im Aneurysma bei optimaler Ausschaltung des Aneurysmahalses zurückgehalten werden.

Im Großtier-Modell haben wir die Entstehung von Aneurysmen nach Andauung der Gefäßwand durch das Enzym Elastase etabliert. An diesen experimentell erzeugten Aneurysmen können wir in vivo neuartige Verschlussmethoden, wie z. B. flussmodulierende Stents, im longitudinalen Verlauf untersuchen.

Durch Kooperationen mit verschiedenen Forschungsgruppen, insbesondere im Bereich der Bildgebung, hat sich die AG darüber hinaus mit der CT- und MRT- Bildgebung weiterer Organe und Pathologien der Maus befasst. Dazu gehören beispielsweise Gehirntumore (Abb. 3), Colonpolypen, Leberanatomie (Abb. 4) , Lebermetastasen (Abb. 5) oder Melanome. Im Rahmen der Darstellung thorakaler und abdomineller Organe wurden Methoden für die Single-breath-stop CT-Bildgebung in der Maus optimiert.

Für die wiederholte Injektion von Kontratsmitteln oder Medikamenten hat die AG ferner einen MRT artefaktfreien Mini-Port für die Maus entwickelt (Abb. 6) und mehrere Übersichtsarbeiten zur Mikro-CT basierten Kleintierbildgebung publiziert.

Abbildung 3: Kontrastmittel gestützte in vivo Bildgebung von Glioblastomen bei der Maus zu unterschiedlichen Zeitpunkten nach intrazerebraler Injektion der Zelllinie U87MG
Abbildung 4: Koronar rekonstruierte Micro-CT Bilder einer C57BL/6J Maus 3 Stunden nach intravenöser Kontrastmittelinjektion (ExiTron nano 12000; 100 µl
Abbildung 5: Micro-CT Aufnahmen einer C57BL/6J Maus an Tag 9, 12, 14 und 19 nach intralienaler Injektion einer Zelllinie des murinen Colonadenokarzinoms (MC 38 Zellen). An Tag 9 nach Tumorzellinjektion erfolgte eine einmalige intravenöse Applikation eines Blood-Pool- Kontrastmittels (ExiTron nano 6000; 100 µl). Eine einmalige Kontrastmittelgabe reicht aus, um die Entwicklung von Lebermetastasen über nahezu 3 Wochen zu beobachten
Abbildung 6: Untersuchung der Artefaktbildung durch unterschiedliche Ports (Mitte) in der MRT (links) und Micro-CT (rechts) bei der Maus (sagittale Ansicht)

Für die experimentelle und Kleintierbildgebung wird ein Volumen-CT (Yxlon Cheetah, Nachfolgermodell des Yxlon Fox) eingesetzt (Abb. 7), welches aufgrund der Möglichkeit der flexiblen Positionierung des zu untersuchenden Objektes im Strahlengang extrem hohe geometrische Vergrößerungen und damit in Abhängigkeit von der Größe des Untersuchungsobjektes eine sehr hohe Auflösung bis in den einstelligen Mikrometerbereich erlaubt.

Abbildung 7: Kabine des Yxlon Cheetah-Mikro-CT mit Strahlenschutzfenster und Bedieneinheit. Dimensionen: 1,7 m x 1,4 m x 1,9 m bei 2,2 Tonnen Gesamtgewicht

Durch die Etablierung eines schnellen Untersuchungsprotokolls (Quick Scan) können CT-Aufnahmen mit bis zu 1000 Projektionen bei einer Untersuchungszeit von 33 Sekunden durchgeführt werden. Proportional kürzere Untersuchungszeiten sind bei reduzierter Anzahl der Projektionen ebenfalls möglich.

 In der Röntgenanlage befindet sich eine 160 kV-Transmissionsröhre, an die ein speziell entwickeltes Kollimatorsystem zur Kleintierbestrahlung angebracht werden kann (Abb. 8 A+B). Außerdem verfügt das Mikro-CT über einen in 5 Achsen ansteuerbaren CNC-Arm (Abb. 8 B, d), in den eine herausnehmbare Tierliege eingespannt werden kann (Abb. 8 A). In dieser Liege kann das narkotisierte Tier über den CNC-Arm unter der Röntgenröhre positioniert werden. Die korrekte Positionierung des Tiers wird mittels Echtzeit-Durchleuchtungsaufnahmen und anhand eines rekonstruierten CTs (Abb. 8 C) sichergestellt. Sollten Verschiebungen notwendig sein, kann der CNC-Arm die neue Position mikrometergenau anfahren. Zur Kollimierung des konusförmigen Nutzstrahls wurde ein Tubussystem entworfen, womit Tiere mit Strahldurchmessern von 1 bis 5 mm bestrahlt werden können. Die Kollimatorkonstruktion basiert auf einem an der Röhre ( Abb. 8 B, a) fixierbaren Adapter (Abb. 8 B, b), in den Tubi mit unterschiedlich großen Bohrungen eingeschraubt werden können (Abbildung 8 B, c). Durch die Vorschaltung eines Adapterrings ist eine CT-Bildgebung vor der Bestrahlung möglich. Zusätzlich können Rotationsgeschwindigkeit und Dosisleistung (Anodenstrom) so justiert werden, dass ein Zielvolumen mit variabler Dosis in Rotationstechnik bestrahlt werden kann.

Abbildung 8: Kleintierbestrahlung. In der Röntgenanlage befindet sich eine 160 kV-Transmissionsröhre (A), an die das Kollimatorsystem (B) angebracht werden kann. Das Tier wird unter dem Kollimatorsystem in einer Liege positioniert und mit Hilfe von Lasermarkierungen im Isozentrum positioniert (A). Anhand von CT-Aufnahmen wird die Tumortiefe (hier am Beispiel eines orthotopen Glioblastom-Modells) für drei Einstrahlwinkel ermittelt (C+D). Ein Planungsprogramm berechnet die Position und Bestrahlungsdauer, was mittels Filmdosimetrie bei halber Zielvolumendosis validiert wurde (E)

Zusammenfassend können wir durch die eingesetzten ex vivo und in vivo Modell neue Therapieoptionen bezüglich ihrer Sicherheit und Effizienz vor dem routinemäßigen Einsatz am Menschen testen. Aus ethischen Gründen werden ex vivo Modelle  nach Möglichkeit bevorzugt und sie gehen prinzipiell einem Tierversuch voraus.

 

- Prof. Dr. med. M. A. Brockmann, MSc -